胸腺クロストークと髄質形成（免疫2008 への寄稿文より改変；図はリクエストに応じてお送りします；新田剛＆高浜洋介）

T細胞の産生を支持する胸腺は、分化途上のT系列細胞である胸腺細胞と、それらを取り巻く多様なストロマ細胞群からなる胸腺微小環境によって構成されている。胸腺微小環境は、胸腺細胞の生存や分化、選択、移動などを制御するさまざまなシグナルを提供することによってT細胞の産生とレパトア形成を担っている。一方で、胸腺微小環境の構築が胸腺細胞の分化進行によって影響を受けるという現象が1990年代前半に報告され、胸腺ストロマ細胞と胸腺細胞の間には「胸腺クロストーク」と呼ばれる双方向のシグナル交換の存在が想定された。しかしながらそれ以降、胸腺細胞から胸腺ストロマ細胞へのシグナルの研究は大きく進展することなく、その細胞間相互作用や分子シグナルの実体の解明といった重要課題が最近まで未解決のまま残されていた。近年、免疫自己寛容の確立における胸腺髄質微小環境の重要性が認識されるようになり、併せて種々のノックアウトマウスで偶然見出された髄質微小環境の形成異常が報告され、髄質形成に関わる因子やシグナルの研究が注目され始めている。本稿では、胸腺クロストーク研究の歴史を概説し、とりわけ胸腺髄質の形成を制御する分子機構について、胸腺クロストークシグナルに軸足を置いて議論する。

A. 胸腺T細胞分化と胸腺髄質の微小環境

　胸腺は、分化途上のT系列細胞である胸腺細胞と、それらを取り囲む胸腺ストロマ細胞からなり、組織構造としては外側に皮質（cortex）、内側に髄質（medulla）をもつ。胸腺ストロマ細胞には皮質上皮細胞および髄質上皮細胞、線維芽細胞、樹状細胞、血管内皮細胞などが含まれ、それらが三次元的に配置されたネットワークを形成することによって胸線微小環境が形成されている。胸線微小環境は器官としての胸腺の形態を形作るだけでなく、胸腺細胞の生存や分化、選択、移動などを制御するさまざまなシグナルを提供することでT細胞の産生を支持し、獲得免疫系の成立にきわめて重要な役割を担っている1)。

胸腺細胞は胸腺皮質にて、もっとも未熟な段階であるDN（CD4/CD8 double-negative）細胞から、TCR（T-cell receptor）を発現するDP（CD4/CD8 double-positive）細胞へと分化する（図１）。皮質では、皮質上皮細胞をはじめとする抗原提示細胞に提示されたMHC（major histocompatibility complex）／ペプチド複合体とDP細胞上のTCRとの反応性の違いによって、正の選択によるCD4SP（single positive）またはCD8SP細胞への分化誘導、あるいは負の選択による自己反応性細胞の除去が行われる。正の選択を受けたSP胸腺細胞はケモカイン受容体CCR7を発現することで、髄質上皮細胞の産生するCCR7ケモカイン（CCL19とCCL21）に誘引され髄質へと移動する1)。髄質上皮細胞には、本来は胸腺以外の組織のみに見られる組織特異的自己抗原が低レベルで発現されている。これらの組織特異的抗原は髄質上皮細胞や樹状細胞によってMHC／ペプチド複合体として提示され、これらに強く反応するTCRをもつSP細胞は負の選択によって排除される。髄質上皮細胞による組織特異的抗原の発現はpromiscuous gene expression（無差別遺伝子発現または乱雑遺伝子発現）と呼ばれ2)、少なくとも一部は髄質上皮細胞に発現する核内因子AIRE（autoimmune regulator）によって制御される3,4)。また、髄質微小環境は、末梢で自己反応性T細胞のはたらきを抑えるCD4+CD25+ Foxp3+制御性T細胞の産生にも関わることが示唆されている5,6,7)。このように胸腺髄質は、自己反応性T細胞の除去と制御性T細胞の産生という少なくとも２つの点で、免疫自己寛容の成立を担う特殊な組織微小環境である。

B. 胸腺クロストーク

　胸腺細胞の分化成熟が胸腺ストロマの構造に影響を与えることが最初に記載されたのは、1991年のShores, van Ewijk、Singerの報告である8)。彼等は、成熟胸腺細胞を産生しないscidマウスの胸腺では多くの幼若胸腺細胞と共在する皮質上皮細胞のメッシュワーク（網目状）構造は観察されるものの、髄質上皮細胞をはじめとするストロマに富んだ髄質領域の形成が正常マウスと比較して著しく障害されていることを見出した。また、正常マウス骨髄細胞を移植したscidマウスでは正常マウスと同様の髄質形成が認められたことから、胸腺細胞を含む骨髄由来細胞が髄質形成に影響を与えることがわかった。さらにscidマウスと様々なTCRトランスジェニックマウスの交配や、TCRa欠損マウスおよびTCRd欠損マウスを用いた解析から、髄質微小環境の形成は正の選択によるab T細胞の分化に依存することが結論づけられた9)。彼等は上記の実験結果をもとに、胸腺におけるリンパ球とストロマ細胞の相互作用は双方向的なものである−すなわち胸腺細胞はその成熟のためにストロマ細胞からのシグナルを必要とし、ストロマ構造の形成には胸腺細胞の分化が必要である−という説を提唱し、この双方向シグナル交換を「胸腺クロストーク（thymic crosstalk）」と名付けた（図１）9)。

　また、髄質形成と負の選択の関係について、AIREを発現する髄質上皮細胞が、負の選択を強く誘導するTCRトランスジェニックマウスでは著しく増加するとの報告もあり10)、髄質微小環境は胸腺細胞の負の選択とも双方向的な関わりをもつことが示唆された。

　胸腺クロストークシグナルは胸腺皮質微小環境の形成にも関与する。Holl穫derらは、胸腺細胞の分化がもっとも初期の段階（ETPまたはDN1）で停止する変異マウスtge26を用いて、皮質上皮細胞による皮質環境の形成は胸腺細胞のDN3細胞への分化に依存しており、胎仔期の限られた期間に誘導されることを示した11)。胸腺皮質の形成や機能については、髄質のそれよりもさらに未解明の部分が多い。

C. 胸腺髄質形成を制御する細胞内シグナル経路

　胸腺微小環境の形成を制御する因子の研究の多くは、胸腺クロストークの研究とは独立してなされてきた。これまでに一連の報告によって、胸腺髄質形成における転写因子NF-kBの重要性が示されているが12）、その端緒となったのはNF-kBファミリーのひとつであるRelBの欠損マウスについての報告である。RelB欠損マウスでは、胸腺内の髄質構造およびUEA1陽性の髄質上皮細胞が全くみられない13,14,15)。RelB欠損マウス骨髄細胞を野生型マウスに移植した骨髄キメラマウスでは正常な髄質形成がみられることから、RelB欠損でみられる髄質異常は胸腺ストロマ側の異常に起因すると考えられる13,15)。RelB欠損マウスでは、胸腺におけるAIREの発現もほぼ完全に消失する10,16)。また、胸腺皮質の構築と正の選択によるT細胞の産生は正常であるものの、産生されたT細胞の自己反応性応答が亢進している17)。従って、RelBは胸腺髄質の形成と自己寛容の成立にきわめて重要な役割を担っていることがわかる。

NF-kBの活性化経路には、TNF等の刺激に応答してIkBのリン酸化と分解を介してNF-kB1 (p50) ﾐ RelA の核移行を制御する経路（canonical pathway）と、前駆体タンパク質p100のリン酸化と限定分解を介してNF-kB2 (p52) ﾐ RelBを活性化する経路（non-canonical pathway）の２種類が存在する（図２）。前述のRelB欠損マウスに加えて、RelBとヘテロダイマーを形成するNF-kB2の欠損マウス、およびp100のリン酸化を誘導するキナーゼIKKaの欠損マウス、その上流に位置するキナーゼNIKの変異マウスaly/alyにおいても胸腺髄質の構築阻害がみられ、末梢組織へのリンパ球浸潤や自己抗体の産生といった自己免疫様病態が観察され、その原因が胸腺ストロマ細胞にあることが示された18,19,20,21)。以上の個別の因子の解析結果を総合すると、NIK→IKKa→NF-kB2 (p52) -RelBというnon-canonical pathwayによるNF-kBの活性化が胸腺髄質形成に重要であることは間違いなさそうである。しかしながら、NF-kB2欠損マウス、IKKa欠損マウス、aly/alyマウスでの髄質の形成障害は、RelB欠損マウスに比べて軽微である。従って、non-canonical pathwayを構成する因子群は、単純な一対一の直列関係ではなく、それぞれ異なる様式にて髄質形成に関与している可能性も考えられる。

　一方、NF-kB canonical pathwayの髄質形成における重要性も指摘されている。秋山らの報告によると、TNFRファミリーに結合するアダプター分子TRAF6の欠損マウスにおいて、胸腺髄質の構築が障害され、末梢組織への細胞浸潤および自己抗体産生を含む自己免疫様病態が認められた22)。TRAF6欠損マウス胸腺上皮細胞ではp52の限定分解には異常は見られないが、RelBの発現が転写レベルで減少していた。RelBの転写はcanonical pathwayで活性化されたNF-kBに大きく依存することから、TRAF6はcanonical pathwayを介してRelBの発現を誘導し、胸腺髄質の構築とT細胞の自己寛容確立を担うと考えられる。しかし、胸腺髄質形成に関わるTRAF6下流のシグナル経路の正体や上流のレセプターおよびリガンド分子については、未だ明らかになっていない。

　また、TRAF6欠損マウスでは胸腺内の制御性T細胞がほぼ消失する。制御性T細胞の産生はaly/alyマウスでもおよそ半分に減少するが21)、NF-kB2欠損マウスではまったく正常であると報告されている18,19)。従って、制御性T細胞の産生と髄質形成NF-kBシグナルの関係も未だ不明瞭である。

D. 髄質形成を制御する胸腺クロストークシグナル

　では、胸腺上皮細胞におけるNF-kB活性化シグナル（canonical pathwayであれnon-canonical pathwayであれ）を惹起し髄質形成を促す細胞間シグナルとはどのようなものだろうか？また、そのシグナルは胸腺クロストークとどのような関連をもつのか？

　Boehmらは、NIKの上流に位置すると考えられるLTbR（lymphotoxin-b receptor）の欠損マウスでは胸腺髄質の形成が障害されており、胸腺髄質上皮細胞が有意に減少していることを示した23)。また、LTbR-Fcキメラタンパク質を用いた実験によって、LTbRリガンドがCD4SPおよびCD8SP細胞表面に発現することを示し、LTbRシグナルが胸腺細胞依存的な髄質形成を担う可能性を示唆した。しかしながら、LTbRのリガンドとして既に知られているLTbとLIGHTの両欠損マウスはLTbR-KOマウスほどの髄質低形成を示さないことから、髄質形成に関わる未知のLTbRリガンドが存在する可能性を提示した23)。

　一方、同時期にFuらのグループは、LTa欠損マウスおよびLTbR欠損マウスにおいて髄質上皮細胞におけるAIREの発現が低下していること、さらにアゴニスト抗体を用いたLTbR刺激によってin vivo胸腺およびin vitroの胸腺上皮細胞株においてAIREの発現を誘導できることを示した24)。しかしながら彼等は、LTa欠損マウスおよびLTbR欠損マウスにおいて髄質の形成異常を認めていない。さらに他の複数のグループから、LTbRシグナルとAIREの発現との関連を否定するデータも報告されている21,23,25)。LTbRシグナルの髄質形成における役割についての見解は混沌としているが、LTbR欠損マウスがリンパ球の組織浸潤や自己抗体産生といった自己免疫症状を呈し、その原因が胸腺微小環境にあることは複数のグループによって確認されている23,24)。また、LTbRシグナルはAIRE非依存的な組織特異的抗原の発現を制御するという報告もある26)。LTbRシグナルは胸腺髄質微小環境に何らかの影響を与え、中枢性自己寛容の確立に重要な役割を果たしていると考えられるが、リガンド分子の特定を含めそのメカニズムには未だ不明な点が多い。

　ごく最近、Andersonらのグループは、胸腺髄質形成にLTi（lymphoid tissue inducer）と呼ばれる細胞が関与する可能性を報告した25)。LTiはリンパ節やパイエル板といった二次リンパ組織の発生に重要な役割を担うCD4+CD3-の血球系細胞である。彼等は胸腺内にCD4+CD3-細胞が存在し、in vitroの胎仔胸腺器官培養系においてCD4+CD3-細胞がAIRE陽性の髄質上皮細胞の分化を誘導することを示した。さらにCD4+CD3-細胞に発現されるリガンド分子の中からRANKLに注目し、RANKLがAIRE陽性髄質上皮細胞の分化誘導能をもつこと、およびRANKLのレセプターRANKの欠損マウスにおいてAIRE陽性髄質上皮細胞が欠失し、胸腺環境依存的に免疫自己寛容の破綻が生じることを明らかにした。これらの成果は、胸腺微小環境を制御する血球系細胞として新たにLTiを登場させ、その細胞間相互作用を担うリガンド-レセプターを特定した点においてきわめて興味深い。しかしながら、LTiによる髄質上皮細胞の分化制御が、上述のように胸腺クロストークとして記載されてきた胸腺細胞の分化依存的な髄質形成とどのように関連するのか、といった新たな課題も生じてきた。

最後に

　胸腺クロストークは、もともと組織学的な現象として記載され研究の重要性が指摘されながらも、その分子機構の解明が長らく進んでいなかった、いわば胸腺研究における「古くて新しい」概念である。目下の重要課題は、正の選択から髄質形成を導くシグナル分子の特定であるが、本稿で述べたLTbRリガンドやTRAF6上流に位置するレセプターの探索によって今後の研究が大きく進展する可能性が考えられる。筆者らの研究グループも、正の選択による髄質形成をはじめ、胸腺微小環境の構築を制御する胸腺クロストークシグナルの解明に取り組んでいる。本研究分野が今後の免疫学を牽引する重要なテーマのひとつとして発展し、中枢性自己寛容レパトア形成の機構解明を通して様々な免疫疾患の理解と克服に貢献することを期待する。

文献
1. Takahama Y. Journey through the thymus: stromal guides for T-cell development and selection. Nat Rev Immunol. 2006; 6: 127.
2. Derbinski J, Schulte A, Kyewski B, et al. Promiscuous gene expression in medullary thymic epithelial cells mirrors the peripheral self. Nat Immunol. 2001; 2: 1032.
3. Anderson MS, Venanzi ES, Klein L, et al. Projection of an immunological self-shadow within the thymus by the aire protein. Science 2002; 298: 1395.
4. Derbinski J, Gabler J, Brors B, et al. Promiscuous gene expression in thymic epithelial cells is regulated at multiple levels. J Exp Med 2005; 202: 33.
5. Fontenot JD, Rasmussen JP, Williams LM, et al. Regulatory T cell lineage specification by the forkhead transcription factor Foxp3. Immunity. 2005; 22; 329.
6. Watanabe N, Wang YH, Lee HK, et al. Hassallﾕs corpuscles instruct dendritic cells to induce CD4+CD25+ regulatory T cells in human thymus. Nature. 2005; 436: 1181.
7. Aschenbrenner K, D'Cruz LM, Vollmann EH, et al. Selection of Foxp3+ regulatory T cells specific for self antigen expressed and presented by Aire+ medullary thymic epithelial cells. Nat Immunol. 2007; 8: 351.
8. Shores EW, van Ewijk W, Singer A. Disorganization and restoration of thymic medullary epithelial cells in T cell receptor-negative scid mice: evidence that receptor-bearing lymphocytes influence maturation of the thymic microenvironment. Eur J Immunol 1991; 21: 1657.
9. van Ewijk W, Shores EW, Singer A. Crosstalk in the mouse thymus. Immunol Today. 1994; 115: 214.
10. Zuklys S, Balciunaite G, Agarwal A, et al. Normal thymic architecture and negative selection are associated with Aire expression, the gene defective in the autoimmune-polyendocrinopathy-candidiasis-ectodermal dystrophy APECED). J Immunol 2000; 165: 1976.
11. Hollander GA, Wang B, Nichogiannopoulou A, et al. Developmental control point in induction of thymic cortex regulated by a subpopulation of prothymocytes. Nature 1995; 373:350.
12. Derbinski J, Kyewski B. Linking signalling pathways, thymic stroma integrity and autoimmunity. Trends Immunol. 2005; 26: 503.
13. Burkly L, Hession C, Ogata L, et al. Expression of relB is required for the development of thymic medulla and dendritic cells. Nature. 1995; 373: 531.
14. Weih F, Carrasco D, Durham SK, et al. Multiorgan inflamation and hematopoietic abnormalities in mice with a targeted disruption of RelB, a member of the NF-kB/Rel family. Cell. 1995; 80: 331.
15. Naspetti M, Aurrand-Lions M, DeKoning J, et al. Thymocytes and RelB-dependent medullary epithelial cells provide growth-promoting and organization signals, respectively, to thymic medullary stromal cells. Eur J Immunol. 1997; 27: 1392.
16. Heino M, Peterson P, Sillanpaa N, et al. RNA and protein expression of the murine autoimmune regulator gene (Aire) in normal, RelB-deficient and in NOD mouse. Eur J Immunol 2000; 30: 1884.
17. Dekoning J, DiMolfetto L, Reilly C, et al. Thymic cortical epithelium is sufficient for the development of mature T cells in relB-deficient mice. J Immunol 1997; 158: 2558.
18. Zhu M, Chin RK, Christiansen PA, et al. NF-kB2 is required for the establishment of central tolerance through an Aire-dependent pathway. J Clin Invest. 2006; 116: 2964.
19. Zhang B, Wang Z, Ding J, et al. NF-kB2 is required for the control of autoimmunity by regulating the development of medullary thymic epithelial cells. J Biol Chem. 2006; 281: 38617.
20. Kinoshita D, Hirota F, Kaisho T, et al. Essential role of IkB kinase a in thymic organogenesis required for the establishment of self-tolerance. J Immunol. 2006; 176: 3995.
21. Kajiura F, Sun S, Nomura T, et al. NF-kB-inducing kinase establishes self-tolerance in a thymic stroma-dependent manner. J Immunol. 2004; 172: 2067.
22. Akiyama T, Maeda S, Yamane S, et al. Dependence of self-tolerance on TRAF6-directed development of thymic stroma. Science. 2005; 308: 248.
23. Boehm T, Scheu S, Pfeffer K, et al. Thymic medullary epithelial cell differentiation, thymocyte emigration, and the control of autoimmunity require lympho-epithelial cross talk via LTbR. J Exp Med. 2003; 198: 757.
24. Chin RK, Lo FC, Kim O, et al. Lymphotoxin pathway directs thymic Aire expression. Nat Immunol. 2003; 4: 1121.
25. Rossi SW, Kim MY, Leibbrandt A, et al. RANK signals from CD4+3- inducer cells regulate development of Aire-expressing epithelial cells in the thymic medulla. J Exp Med. 2007; 204: 1267.
26. Chin RK, Zhu M, Christiansen PA, et al. Lymphotoxin pathway-directed, autoimmune regulaltor-independent central tolerance to arthritogenic collagen. J Immunol. 2006; 177: 290.

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Last updated: August 3, 2007 by Yousuke Takahama